RT2 PreAMP Pathway Primer Mixes

RT²  Profiler PCR Array解析の前に行なうテンプレートcDNAの増幅

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RT2 PreAMP Pathway Primer Mix

Cat. No. / ID:  330241

RT2 Nano PreAMP Primer Mix
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RT2 PreAMP Pathway Primer Mixesは分子生物学的アプリケーション用であり、疾病の診断、予防、あるいは治療に使用することはできません。
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Features

  • ヒト、マウス、ラット用プライマーミックス
  • 最小限の手作業時間
  • 少量サンプルで適応性の高いパフォーマンス

Product Details

RT² PreAMP cDNA Synthesis KitおよびRT² PreAMP Pathway Primer Mixesは、わずか1 ngのトータルRNAからの遺伝子発現解析を実現する画期的なテクノロジーです。独自の増幅プロセスにより、PCRアレイ解析に使用するためのcDNA 量を増やします。スタートサンプルの種類には、細針生検、LMD(レーザーマイクロダイセクション)サンプル、幹細胞クラスターまたは胚様体、FACS(蛍光励起細胞選出法)で分離した細胞集団が含まれます。ヒト、マウス、ラットのRT2 Profiler PCR Arrayの全カタログ商品に対応したプライマーミックスが入手可能です。

Performance

ポジティブコールレートの増加とバイアスのない増幅で信頼性の高い結果

RT² PreAMP Pathway Primer Mixを用いた事前増幅により、さらに多くの遺伝子検出が可能になります(図 “ ポジティブコールレートの増加”)。

増幅プロセスはバイアスがないので、事前増幅したcDNAと増幅していないcDNAのΔCT値は非常に類似した結果が得られ、これは回帰分析で検証されます(図 “ バイアスのない増幅プロセス”)。

事前増幅したFFPEサンプルと事前増幅していないサンプルの間で、遺伝子発現のfold changeに高い相関性があります(図“ 生体内の発現状態をそのまま増幅”)。

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Principle

RT² PreAMPテクノロジーはmultiplex tandem PCRを利用し、遺伝子特異的なcDNAを最小限のバイアスで前もって増幅します。通常の逆転写反応の後、RT2 PreAMP Pathway Primer Mixを使用してテンプレートを増幅し、最高4種類のRT2 Profiler PCR Arrayで遺伝子発現解析が行なえます(フローチャート “ 簡単なテンプレート増幅と遺伝子発現解析”)。
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Procedure

まずRT2 PreAMP cDNA Synthesis Kitを用いて最高12種類のRNAサンプルから一本鎖cDNAを合成します。その後パスウエイに特異的な遺伝子セットの事前増幅を行ないます。各一本鎖cDNA合成反応液は最高4種類のRT2 PreAMP Pathway Primer Mixesを用いて増幅でき、最高4種類のRT2 Profiler PCR Arrayで遺伝子発現解析を行なえます。RT2 PreAMP cDNA Synthesis Kitに付属のSide Reaction Reducerは事前増幅からの残存プライマーを減らすことで、RT2 Profiler PCR Arrayでの正確な検出を実現します。事前増幅したテンプレートと装置に特異的で即使用可能なRT² SYBR® Green Mastermixを混和すると、PCRアレイ操作は完了します。 

Applications

RT2 PreAMP cDNA Synthesis KitとRT2 PreAMP Pathway Primer Mixを組み合わせて調製したcDNAテンプレートは、RT² Profiler PCR Arrayを用いた遺伝子発現プロファイリングに即使用できます。

Supporting data and figures

Resources

MSDS (1)
Download Safety Data Sheets for QIAGEN product components.
パンフレット (1)
Simultaneously profile mRNA, miRNA and lncRNA using a simple, complete workflow
Safety Data Sheets (1)
Certificates of Analysis (1)
Brochures & Guides (1)
Simultaneously profile mRNA, miRNA and lncRNA using a simple, complete workflow

FAQ

Is it good to pool multiple RNA replicates to detect expression changes that are consistently reproducible?
With the additional RT2 PreAMP methodology, only 1 ng of RNA is now needed for PCR Array analysis. Pooling RNA from different sources should only be done when there is not enough sample. We recommend running biological replicates.
FAQ ID -2663
How do I create a workspace that is free of DNA contamination, prior to carrying out a qPCR experiment?

Any DNA contamination will artificially inflate the SYBR Green signal, yielding skewed gene expression profiles and false-positive signals. The most common source of DNA contamination is from PCR products generated during previous experiments. Such contamination is most often due to the improper disposal of tubes, tips, and gels that previously came into contact with PCR products. Additionally, PCR products may also contaminate pipettors, racks, work pads, and commonly used reagents such as water and buffers. To minimize the risk of contaminating your experiment with extraneous DNA, the following steps should be taken:

 

  • Remove a single aliquot of water from your PCR-grade stock, sufficient to complete the experiment. This minimizes the number of times that the stock container is opened, thereby minimizing contamination risks.
  • Use only fresh PCR-grade reagents and disposable labware.
  • Treat any labware (tubes, tips, and tip boxes) used in PCR with 10% bleach, before discarding.
  • Maintain a dedicated workspace for PCR setup (perhaps a PCR-only hood), away from areas of the lab where post-PCR work is done, such as running gels, enzyme digestions, and cloning.
  • Change the lab bench pads/papers often and decontaminate lab benches and labware (racks, pipettors, etc.) before each use by washing with 10% bleach, and/or exposing to UV light for at least 10 minutes. This serves to degrade and/or inactivate contaminating DNA.
  • Before, during, and after the experiment, minimize the opening and closing of any tubes or plates used during the experiment.  
FAQ ID -2654